Brazilian Red Propolis—Chemical Composition and Botanical Origin

Martes 7 de junio de 2011

Brazilian Red Propolis

http://www.jornalnatural.com/index.php?mod=article&cat=Articles&article=11


Monday, 30.05.2011, 02:38pm (GMT+1)

Advance Access Publication 7 July 2007	eCAM 2008;5(4)435–441
	doi:10.1093/ecam/nem057
Original Article

Brazilian Red Propolis—Chemical Composition and Botanical Origin

Andreas Daugsch, Cleber S. Moraes, Patricia Fort and Yong K. Park

Department of Food Science, College of Food Engineering, State University of Campinas, PO Box 6177, Campinas, SP, Brazil

Propoliscontainsresinoussubstancescollectedbyhoneybeesfromvariousplantsourcesandhasbeenusedasatraditionalfolkmedicinesinceca300BC.Nowadays,theuseofevidence-basedcomplementaryandalternativemedicine(CAM)isincreasingrapidlyandsoistheuseofpropolisinordertotreatorsupportthetreatmentofvariousdiseases.MuchattentionhasbeenfocusedonpropolisfromPopulussp.(Salicaceae)andBaccharisdracunculifolia(Asteracea),butscientificinformationaboutthenumerousothertypesofpropolisisstillsparse.WegatheredsixsamplesofredpropolisinfivestatesofNortheasternBrazil.Thebeehiveswerelocatednearwoodyperennialshrubsalongtheseaandrivershores.ThebeeswereobservedtocollectredresinousexudatesonDalbergiaecastophyllum(L)Taub.(Leguminosae)tomakepropolis.Theflavonoidsofpropolisandredresinousexudateswereinvestigatedusingreversed-phasehigh-performanceliquidchromatographyandreversed-phasehigh-performancethin-layerchromatography.WeconcludethatthebotanicaloriginofthereddishpropolisisD.ecastophyllum.Inareaswherethissource(D.ecastophyllum)wasscarceormissing,beeswerecollectingresinousmaterialfromotherplants.Propolis,whichcontainedthechemicalconstituentsfromthemainbotanicalorigin,showedhigherantimicrobialactivity.

Keywords: Apis mellifera – botanical origin – Dalbergia ecastophyllum –flavonoids–propolis

Introduction

Propolisisaresinousmixtureofsubstancescollectedbyhoneybees(Apismellifera)fromvariousplantsources.Itisusedbythebeese.g.tosealholesintheirhoneycombsandprotectthehiveentrance(1,2).Duetoitslargevarietyofbiologicalactivities,ithasbeensuccessfullyusedinbalsamandointmentstotreatbattlewounds(3).Ithasbeenusedasatraditionalfolkmedicinesinceca300BC.Numerousbiologicalproper-tieshavebeenreportedincludingcytotoxic(4),antiherpes(5),antitumor(6),radicalscavenging(7),antimicrobial(8),antifungal(9),anti-HIV(10)andsuppressiveeffectsofdioxintoxicity(11).Asaresultofthiswiderangeof

For reprints and all correspondence: Yong K. Park, Department of Food Science, College of Food Engineering, State University of Campinas, PO Box 6177, Campinas, SP, Brazil. Tel.: _þ55-19-3521-2157; Fax: _þ55-19-3521-2153; E-mail: ykpark@fea.unicamp.br

� 2007 The Author(s).

biological activities, propolis is now increasingly being used as a health food supplement and in beverages (12).

Previously, we reported on the classification of Brazilian propolis into 12 groups, based on physiochemical characteristics, five in southern Brazil, one in southeastern Brazil and six in northeastern Brazil. It was also reported that the main botanical origin of propolis group 3 was the bud resin of Populus (Salicaceae). The botanical origin of propolis group 6 and 12 were resinous coatings from young leaves of Hyptis divaricata (Lamiaceae) and Baccharis dracunculifolia (Asteracea), respectively (13).

Propolis normally is a dark yellow or brownish resinous material. Recently, we found reddish propolis in beehives located along the sea and river shores in northeastern Brazil.

Previously, Trusheva et al. (14) reported bioactive constituents of Brazilian red propolis, but they did not

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Brazilian Red Propolis

describe the botanical origin of red propolis. We observed that bees kept in that area were collecting the reddish exudates on the surface of Dalbergia ecastophyllum (L) Taub. (15,16), it was assumed that this was the botanical origin of the reddish propolis. We therefore analyzed comparatively samples of the plant exudates as well as of this special propolis.

Materials and Methods

Propolis and its Botanical Origin

As indicated in the introduction, the reddish propolis was collected from beehives located in woody perennial shrubs along the sea and river shores in the states of Bahia, Sergipe, Alagoas, Pernambuco, and Paraı´ ba in northeastern Brazil. The red resinous exudates secreted from a hole in a branch of D. ecastophyllum that was made by tree-boring-insects as shown in Fig. 1A. It was observed that the bees visited mainly D. ecastophyllum to collect the resinous exudates on its surface and from holes in its branches (Fig. 1B). The resin issued from these holes was collected and then passed to the hind leg (Fig. 1C). Samples of the red exudates (Fig. 1A and B) were collected for analysis and compared with samples of propolis collected from a beehive that was located in the same area. The red resinous exudates were dissolved in 80% ethanol. In the case of propolis, approximately 50 g of the red propolis were collected from one beehive that was located in the same area. We collected six same samples of red resinous exudates from the botanical origin and six samples of red propolis from respective states to examine the quality of the propolis.

Preparation of Ethanolic Extracts of Red Resinous Exudates and Propolis

500mgofredresinousexudatesweremixedwith5mlof80%ethanolandthemixtureswereshakenfor10minat70C.Aftercentrifugation,thesupernatantwasusedforanalysis.Propolissamples(50g)werefrozeninafreezerandthenimmediatelygroundedtoafinepowderwithablender.Then,2gofthepowderweremixedwith25mlof80%ethanolandshakenat70Cfor30min.Afterextraction,themixtureswerecentrifugedandthesupernatantsusedforanalysis.

Reversed-Phase High-Performance Thin-Layer Chromatography (RPHPTLC)

Portionsof3mloftheethanolicextractsofpropolisandresinousexudatessolutionswereplatedonpre-coatedplatesofsilicagelRP-18F254SforRPHPTLCpurchasedfromMerckCo.andwerechromatographedusingethanol/water (55:45, v/v) as solvent. The detection of flavonoids was carried out using UV-visualization at 366 nm.

Reversed-Phase High-Performance Liquid Chromatography (RPHPLC)

Analysis of flavonoids and other phenolic compounds from ethanolic extracts of propolis and red resinous

eCAM 2008;5(4)

exudates were performed by RPHPLC with a chromatograph equipped with an YMC Pack ODS-A column (RP-18, column size 4.6 250mm;particlesize5mm)andphotodiodearraydetector(SPD-M10A,ShimadzuCo.).Thecolumnwaselutedbyusingalineargradientofwater(solventA)andmethanol(solventB),startingwith30%B(0–15min)andincreasingto90%B(15–75min),heldat90%B(75–95min)anddecreasingto30%B(95–105min)withasolventflowrateof1ml/minanddetectionwithadiodearraydetector.Chromatogramswererecordedat268nm.TheauthenticstandardsofflavonoidsandotherchemicalcompoundswerepurchasedfromExtrasyntheseCo.France.

Antimicrobial Activity of Ethanolic Extracts of Propolis and Resinous Exudates

ExaminationofantimicrobialactivityofpropolistoStaphylococcusaureusATCC25923wasdeterminedaccordingtothemethoddescribedin(17).ActivelygrowingnutrientbrothculturesofS.aureuswereinoculatedinnutrientagarplateswithsterileswabs,whichweredippedinbrothculture.Ontheinoculatedplate,diskswithextractsofpropoliswereplacedandincubatedovernightat37C.Theextractsofpropolisandresinousexudateswerepreparedbysubmerging10mLintoWhatmanfilterpaperno.3disks(51mm)anddriedunderlowvacuumatroomtemperatureovernightandthenincubatingat60Cfor4h.

Results

Red Propolis and Its Botanical Origin

We observed that bees were collecting the red resinous exudates on surfaces of D. ecastophyllum to produce propolis as shown in Fig. 1. The samples of both propolis and resinous exudates were analyzed by RPHPTLC and RPHPLC.

RPHPTLC (Fig. 2) revealed that chromatographic profiles of propolis (Fig. 2A) showed the same profile as the red resinous exudates (Fig. 2B and C) from the

Brazilian Red Propolis

Table 1. Flavonoids and other chemical constituents of propolis and D. ecastophyllum

PropolisyD.ecastophyllumy
Retention			Content	Content
Peak	time (min)	Compound	(mg/g)	(mg/g)

1. 1 13.42 Rutin 0.7 1.3
2. 2 16.99 Liquiritigenin 1.8 7.1
3. 3 20.63 Daidzein 0.3 4.3
4. 4 22.35 Pinobanksin 1.7 6.0
5. 523.84UV�251,292nmz

þþ

1. 6 24.59 Quercetin 0.5 1.9
2. 7 28.40 Luteolin 1.2 2.1
3. 8 30.46 UV � 241, 272,

þþ

282nmz

9 32.15 Dalbergin 0.4 0.9

10 34.62 Isoliquiritigenin 4.8 12.1

11 36.97 Formononetin 10.2 19.5

1239.28UV�235,263nmz

þþ

13 40.08 Pinocembrin 3.3 7.1

14 42.30 Pinobanksin-3-acetate 1.7 2.6

15 46.45 Biochanin A 0.5 1.5

16 55.96 UV � 238, 260,

þþ

269nmz

17 60.53 UV � 233, 249,

þþ

329nmz

1863.43UV�233,256nmz

þþ

yQuantityofconstituentsinmg/gofpropolisandD.ecastophyllum.Symbols:‘_þ’meanspresent,butnotquantified.zUnidentifiedconstituentsrepresentonlyUVspectralabsorptionmaximum.

surface of D. ecastophyllum. These results suggested that

D. ecastophyllum is the botanical origin of the red propolis. Furthermore, these results were confirmed by RPHPLC as shown in Fig. 3.

Figure 3 showed profiles of qualitative and quantitative comparisons of the flavonoids and other chemical constituents in propolis and resinous exudates from

D. ecastophyllum. The chemical constituents were quantified by RPHPLC. Identification of the chemical compounds was carried out by direct comparison with authentic standards and was based on retention time, co-chromatography and on the identity of the absorption spectra. The profiles of Fig. 3 and Table 1 indicated that the chromatographic profiles of propolis were exactly the same as those of D. ecastophyllum. These results clearly indicated the botanical origin of the propolis (see quantitative comparisons of flavonoids and other chemical constituents in Table 1). We also collected six further samples of red propolis in respective states. All states showed the similar results and here we demonstrate the results of Alagoas state in Fig. 4. Figure 4C showed the same redness of ethanolic extracts. But the degree of redness is variable, for instance the redness of samples one and six showed a weaker redness than the others. According to Fig. 4B propolis samples two, three, four and five showed nearly identical profiles. But sample one and six appeared weaker. Finally, Fig. 4A demonstrated RPHPLC with similar characteristics in sample two, three, four and five and similar chemical constituents and quantitative amounts (Table 2). It indicates that the botanical origin of these samples is the same. But samples one and six demonstrated similar chemical constituents in extremely lower concentrations than in samples two,

eCAM 2008;5(4)

Table 2. Flavonoids and other chemical constituents of red propolis

Propolis2yPropolis3yPropolis4yPropolis5yPeakRetentiontime(min)CompoundContent(mg/g)Content(mg/g)Content(mg/g)Content(mg/g)

1. 1 13.42 Rutin 0.7 1.1 0.9 0.6
2. 2 16.99 Liquiritigenin 1.8 5.7 5.0 2.2
3. 3 20.63 Daidzein 0.3 0.6 0.5 0.2
4. 4 22.35 Pinobanksin 1.7 5.7 4.9 3.3

   523.84UV�251,292nmz

þþþþ

1. 6 24.59 Quercetin 0.5 3.0 4.5 2.6
2. 7 28.40 Luteolin 1.2 2.5 2.4 1.5

   830.46UV�241,272,282nmz

þþþþ

9 32.15 Dalbergin 0.4 2.4 2.5 1.4

10 34.62 Isoliquiritigenin 4.8 9.9 8.3 5.5

11 36.97 Formononetin 10.2 10.7 10.9 10.5

1239.28UV�235,263nmz

þþþþ

13 40.08 Pinocembrin 3.3 9.8 8.3 7.3

14 42.30 Pinobanksin-3-acetate 1.7 3.6 2.4 2.3

15 46.45 Biochanin A 0.5 2.1 1.7 0.4

1655.96UV�238,260,269nmz

þþþþ

1760.53UV�233,249,329nmz

þþþþ

1863.43UV�233,256nmz

þþþþ

yQuantityofconstituentsinmg/gofpropolisandD.ecastophyllum.Symbols:‘_þ’meanspresent,butnotquantified.zUnidentifiedconstituentsrepresentonlyUVspectralabsorptionmaximum.

three, four and five. On the other hand other chemical compounds were shown (Retention time 80–100 min). These are probably from other botanical origins.

Antimicrobial activity

Antimicrobial activities of six samples of propolis to Staphylococcus aureus ATCC 25923 were measured according to the method described above and the results are shown in Figure 5. Samples two, three, four and five demonstrated the highest inhibition of bacterial growth as compared with samples one and six, which contained lower concentrations of the chemical constituents of

D. ecastophyllum, but also contained chemical constituents from other plants.

Discussion

As described in previous publications (13,18), Brazilian propolis has been classified into 12 groups by physicochemical characteristics. Among these 12 groups of propolis, three (group 3, 6 and 12) were sufficiently We found that Brazilian red propolis contained liquirobserved to determine which plant bud and unexpanded itigenin, daidzein, dalbergin, isoliquiritigenin, formonoleaves the bees visited to collect the resins. Recently, we netin and biochanin A. Three of them (daidzein, found reddish propolis from beehives which were located formononetin and biochanin A) are isoflavonoids. along the sea and river shores in Northeastern Brazil. However, previously it was reported that Cuban red

Brazilian Red Propolis

propolis also contained isoflavonoids (19). The isoflavonoids are a very restricted distribution in the plant kingdom and occur almost exclusively in Leguminosae family such as soybeans, chickpeas and lentils (19). It is interesting that the presence of the isoflavonoids in D. ecastophyllum was found by Donnelly et al. (15). It is well known that dietary consumption of food and food additives containing isoflavonoids has been associated with a variety of health benefits including relief of symptoms of menopause e.g. osteoporosis, hormonal cancer and prostate cancer.

It was already reported that the extracts of South American D. ecastophyllum (Leguminosae), contained liquiritigenin, daidzein, dalbergin, isoliquiritigenin, formononetin and biochanin A (15). Moreover isoliquiritigenin inhibits the growth of prostate cancer (20), whereas liquiritigenin and isoliquiritigenin inhibit xanthine oxidase. Inhibition of xanthine oxidase has been suggested for the treatment of hepatitis and brain tumor because it increased the serum xanthine oxidase levels (21).

Samples one and six also showed the presence of these compounds, but in quantitatively lower concentrations and showed some unidentified peaks that were not found in D. ecastophyllum exudates. We observed that the samples of propolis one and six were collected from beehives, which were located in areas where

D. ecastophyllum was scarce, so that the bees collected from other plants. Therefore, we intend to investigate further the botanical origin of the red propolis which rarely demonstrated unknown constituents in the next project.

Conclusions

Majority samples of red propolis, which were collected from beehives located near woody perennial shrubs along the sea and river shores in Northeastern Brazil (six samples from each State), were analyzed. We observed that bees were collecting the red resinous exudates from surface of D. ecastophyllum to produce propolis. All samples of propolis and red resinous exudates showed very similar profiles of RPHPTLC and RPHPLC.

Therefore, the main botanical origin of the propolis is

D. ecastophyllum. But samples of propolis collected from beehives in areas where D. ecastophyllum was scarce, showed lower concentrations of the chemical constituents found in D. ecastophyllum, instead other chemical compounds appeared (retention time 80–100 min) that were not found in D. ecastophyllum. Consequently, the propolis demonstrated a lower antimicrobial activity. This means that the bees collected resins from different plants to produce propolis. Therefore, the botanical origin and its abundance are essential for the production of this type of propolis.

Acknowledgements

WethankMrEdivaldoPacheco(Apia´rioEdimel,Joa˜oPessoa,Paraı´ba,Brazil)andMrJose´AlexandreAbreu(PharmanectarLtd,BeloHorizonte,MinasGerais,Brazil)forthecollectionofDalbergiaecastophyllumandMrI.B.LimafortheidentificationofDalbergiaecastophyllum.AvoucherofD.ecastophyllum(JPB34951)iskeptintheherbariumofUFPB(FederalUniversityofParaı´ba,Brazil).WealsothankDr

E. Wollenweber of the Institut fu¨ r Botanik, Technische Hochschule Darmstadt, Germany for providing authentic standards. This research was supported by CNPq and CAPES, Brazilian government.

References

1.

Greenaway W, Scaysbrook T, Whatley FR. The composition and plant origins of propolis. Bee World 1990;71:107–18.


2.

Ghisalberti EL. Propolis: a review. Bee World 1979;60:59–84.


3.

Thomsom WM. Propolis. Med J Aust 1990;143:654.


4.

Matsuno T, Matsumoto Y, Saito N, Morikawa J. Isolation and characterization of cytotoxic diterpenoid isomers from propolis. Z Naturforsch 1997;52c:702–4.


5.

Vynograd N, Vynograd I, Sosnowski Z. A comparative multicenter study of the efficacy of propolis, acyclovir and placebo in the treatment of genital herpes (HSV). Phytomedicine 2000;7:1–6.


6.

Kimoto T, Arai S, Kohguchi M, Nomura Y, Micallef MJ, Kurimoto M, et al. Apoptosis and suppression of tumor growth by artepillin C extracted from Brazilian propolis. Cancer Detect Prev 1998;22:506–15.


7.

Basnet P, Matsuno T, Neidlein RZ. Potent free radical scavenging activity of Propol isolated from Brazilian propolis. Z Naturforsch 1997;52c:828–33.


8.

Park YK, Koo MH, Abreu JAS, Ikegaki M, Cury JA, Rosalen PL. Antimicrobial activity of propolis on oral microorganisms. Curr Microbiol 1998;36:24–8.


9.

Ota C, Unterkircher C, Fantinato V, Shimizu MT. Antifungal activity of propolis on different species of Candida. Mycoses 2001;44:375–8.

1. Ito J, Chang FR, Wang HK, Park YK, Ikegaki M, Kilgore N, et al. Anti-AIDS agents. 48. Anti-HIV activity of moronic acid derivatives and the new mellifore-related triterpenoid isolated from Brazilian propolis. J Nat Prod 2001;64:1278–81.
2. Park YK, Fukuda I, Ashida H, Nishiumi S, Yoshida K, Daugsch A, et al. Suppressive effects of ethanolic extracts from propolis and its main botanical origin on dioxin toxicity. J Agric Food Chem 2005;53:10306–9.
3. Burdock GA. Review of the biological properties and toxicity of bee propolis. Food Chem Toxicol. 1998;36:347–63.
4. Park YK, Alencar SM, Aguiar CL. Botanical origin and chemical composition of Brazilian propolis. J Agric Food Chem 2002;50:2502–6.
5. Trusheva B, Popova M, Bankova V, Simova S, Marcucci MC, Miorin PL, et al. Bioactive constituents of Brazilian Red Propolis. ECAM 2006;3:249–54.
6. Donnelly DMX, Keenan PJ, Prendergast JP. Isoflavonoids of Dalbergia ecastophyllum. Phytochemistry 1973;12:1157–61.
7. Matos FJA, Gottlieb OR, Andrade CHS. Flavonoids from

D. ecastophyllum. Phytochemistry 1975;14:825–6.

1. Isla MI, Paredes-Guzman JF, Nieva-Moreno MI, Koo H, Park YK. Some chemical composition and biological activity of Northern Argentine propolis. J Agric Food Chem 2005;53:1166–72.
2. Park YK, Paredes-Guzman JF, Aguiar CL, Alencar SM, Fujiwara FY. Chemical constituents in Baccharis dracunculifolia as the main botanical origin of Southeastern Brazilian propolis. J Agric Food Chem 2004;52:1100–03.
3. Piccinelli AL, Fernandes MC, Cuesto-Rubio O, Herna´ ndez IM, de Simone F, Rastrelli L. Isoflavonoids Isolated from Cuban Propolis. J Agric Food Chem 2005;53:9010–16.

eCAM 2008;5(4)

1. Kanazawa M, Satomi Y, Mizutani Y, Ukimura O, Kawauchi A, Sakai T, et al. Isoliquiritigenin inhibits the growth of prostate cancer. European Urology 2003;43:580–6.
2. Kong LD, Zhang Y, Pan X, Tan RX, Cheng CHK. Inhibition of xanthine oxidase by liquiritigenin and isoliquiritigenin isolated from Sinofranchetia chinensis. Cell Mol Life Sci 2000;57:500–5.

Received October 17, 2006; accepted December 7, 2006

AC

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Cuba.CARACTERIZACIÓN QUÍMICA Y ACTIVIDAD ACARICIDA DEL ACEITE ESENCIAL DE Piper aduncum subsp. ossanum FRENTE A Varroa destructor

http://scielo.sld.cu/scielo.php?pid=S1010-27522011000100008&script=sci_arttext&tlng=es

Martes 7 de junio de 2011

Revista de Protección Vegetal

versión impresa ISSN 1010-2752

Rev. Protección Veg. v.26 n.1 La Habana ene.-abr. 2011

 

TRABAJO ORIGINAL

CARACTERIZACIÓN QUÍMICA Y ACTIVIDAD ACARICIDA DEL ACEITE ESENCIAL DE Piper aduncum subsp. ossanum FRENTE A Varroa destructor

CHEMICAL CHARACTERIZATION AND ACARICIDAL ACTIVITY OF THE ESSENTIAL OIL FROM Piper aduncumsubsp. ossanum against Varroa destructor

O. Pino*, Y. Sánchez*, H. Rodríguez*, T.M. Correa**, J. Demedio***, J.L. Sanabria***

*Grupo de Plagas Agrícolas, Centro Nacional de Sanidad Agropecuaria (CENSA) Apartado 10, San José de las Lajas, Mayabeque, Cuba. Correo electrónico: oriela@censa.edu.cu; **Laboratorio Anti-Doping, Instituto de Medicina Deportiva (IMD). 100 y Aldabó, Boyeros, Ciudad de La Habana; ***Universidad Agraria de la Habana (UNAH). Carretera de Jamaica y Autopista Nacional. San José de las Lajas, Mayabeque, Cuba

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RESUMEN

La varroosis de las abejas constituye uno de los mayores problemas de la apicultura tanto en Cuba como a nivel mundial. Actualmente, se realiza la búsqueda de nuevos métodos que permitan el control del ácaro Varroa destructor, agente causal de esta enfermedad, y minimicen el potencial para la aparición de resistencia y la contaminación de los productos de la colmena y el medio ambiente en general. En este contexto el CENSA ha venido investigando un grupo de plantas cubanas como fuente de plaguicidas y el objetivo de este trabajo fue establecer las potencialidades del aceite esencial de Piper aduncum subsp. ossanum como candidato para el desarrollo de un nuevo producto para el control de la varroosis. Se evaluó su efecto acaricida por exposición completa y a los vapores. La composición química de este aceite se determinó por CG/EM. El mismo se fraccionó utilizando una columna seca en fase normal, para la identificación de los componentes asociados al efecto biológico. El aceite esencial de P. aduncum subsp. ossanum demostró que posee un efecto acaricida promisorio y selectivo frente a V. destructor. Los componentes mayoritarios del aceite son el canfeno, alcanfor, piperitona y viridiflorol. Al efecto acaricida de los vapores de P. aduncum subsp. ossanum contribuyen varios de sus componentes volátiles y el efecto por exposición completa está asociado a los terpenoides oxigenados, entre los que son mayoritarios el alcanfor y la piperitona. El aceite esencial de P. aduncum subsp. ossanum es un candidato promisorio para el desarrollo de un acaricida botánico y podría ser utilizado en un futuro en el contexto de un manejo integrado de la varroosis.

Palabras clave: Apis mellifera; Piper aduncum subsp. ossanum; plaguicidas botánicos; Varroa destructor.

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ABSTRACT

Varroosis is one of the main problems of apiculture in Cuba and worldwide. Nowadays, new methods are searched to control Varroa destructor, causal agent of this disease, minimising the risk of resistance occurrence and the contamination of beehive products and the environment. In this context CENSA has studied a group of Cuban plants as source of pesticides and the aim of this work was to establish the potential of the essential oil fromPiper aduncum subsp. ossanum as a candidate for developing a new product for varroa control. The acaricidal effect was evaluated by vapour and complete exposure. The chemical composition of this oil was determined by GC/MS. The components associated to biological effect were identified fractionating the oil using normal phase dry column chromatography. The essential oil from Piper aduncum subsp. ossanum showed a selective and promissory effect against varroa. The main components of this oil were camphene, camphor, piperitone and viridiflorol. Several volatile components contributed to the acaricidal activity and the effect by complete exposure was related to oxygenated terpenoids, mainly camphor and piperitone. The essential oil from Piper aduncumsubsp. ossanum is a promissory candidate for developing a botanical acaricide and it can be use in the future as part of varroa integrated management.

Key words: Apis mellifera; Piper aduncum subsp. ossanum; botanical pesticides; Varroa destructor.

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INTRODUCCIÓN

La apicultura es una parte importante de la agricultura. La varroosis de las abejas es uno de los mayores problemas de la apicultura a nivel mundial; ocasionado por un ácaro el cual succiona la hemolinfa de las abejas y de sus crías, provoca pérdida de colmenas y afecta la producción de miel. Este ácaro no solo ocasiona daños físicos en las abejas sino que también cataliza el desarrollo de otras infecciones en la colonia. El parásito afecta a los adultos y larvas, se alimenta de los futuros productores de miel, las nuevas generaciones de abejas nacen con deformaciones, debilitadas y frecuentemente no son capaces de volar. La consecuencia final es la muerte de la colonia. Colmenas no tratadas son destruidas por la plaga y de hecho miles de ellas han sido exterminadas en numerosos países por el ataque de este parásito. Por otro lado, las abejas son de gran importancia para la polinización de importantes plantas de cultivo y este problema tiene una repercusión económica negativa por ejemplo en las producciones de hortalizas y frutas (1).

Varroa destructor Anderson & Trueman es sin duda la amenaza más seria a la salud de la abeja a nivel mundial y se convirtió en una preocupación desde el punto de vista económico en Japón y China en los años 1950 y 1960, en Europa a finales de los 1960 y 1970, y en Israel y Norte América en los 1980 (2). En Cuba, este parásito fue diagnosticado en 1996 y es uno de los peores problemas que afectan a la apicultura cubana. En estos momentos se ha extendido a todo el territorio nacional, ocasionando pérdidas millonarias en nuestro segundo renglón exportable. Entre 1996 y 1997 en sólo dos provincias se perdieron más de 10 000 colmenas, mortandad que fue detenida y hoy se estima como promedio anual en un 4% del parque apícola nacional, atribuibles estas muertes no solo directamente al cuadro morboso causado por el ácaro, sino, a las enfermedades sobreañadidas como consecuencia de la acción expoliadora del parásito (3).

Las estrategias de lucha alternativa contra varroa actualmente aconsejan combinar los tratamientos utilizando compuestos de origen sintético, ácidos orgánicos y aceites esenciales (1, 2, 3). Los acaricidas organosintéticos han sido ampliamente utilizados por su eficacia y facilidad de aplicación; sin embargo, el uso de estos agroquímicos ha conducido en algunos casos al desarrollo de resistencia con la consiguiente pérdida de eficacia en el control (1). Además, el amplio uso de acaricidas sintéticos lipofílicos ha conducido a la acumulación de residuos en la miel, cera y propóleos (1, 2).

Estos problemas han constituido un incentivo poderoso para el desarrollo de nuevas estrategias de tratamiento que minimicen el potencial para la aparición de resistencia y la acumulación de residuos en los productos de la colmena. Tanto en Cuba como a nivel mundial, actualmente se realiza la búsqueda de nuevos métodos que permitan el control del ácaro y no afecten a las abejas, o representen una fuente de contaminación a los productos de la colmena y el medio ambiente en general. Entre las alternativas de control se encuentran la introducción de líneas de abejas resistentes al ácaro y el empleo de ácidos orgánicos, extractos vegetales y aceites esenciales (1, 2, 3).

Nuestra rica biodiversidad florística ha sido poco explorada como fuente de acaricidas, permaneciendo sin descubrir nuevas fuentes de materiales comercialmente valiosos. En este contexto, el Centro Nacional de Sanidad Agropecuaria ha venido investigando un grupo de plantas cubanas como fuente de plaguicidas y el objetivo de este trabajo fue establecer las potencialidades del aceite esencial de Piper aduncum subsp. ossanum (C. DC.) Saralegui como candidato para el desarrollo de un nuevo producto para el control de la varroosis.

MATERIALES Y MÉTODOS

Recolecta del material vegetal y obtención del aceite esencial. Las hojas de P. aduncum subsp. ossanum, perteneciente a la familia Piperaceae, se recolectaron en San José de las Lajas, La Habana; durante el período 2007-2009. La planta se identificó por la Dra. Hildelisa Saralegui Boza del Jardín Botánico Nacional de Cuba. Las hojas frescas y no dañadas se extrajeron por hidrodestilación durante tres horas con equipo Clevenger según lo establecido en la norma ISO 65-71:84 (4). El aceite se secó sobre sulfato de sodio y se almacenó a 8°C. Este aceite es denominado PAOV1. Se calculó el rendimiento del aceite esencial mediante la expresión: R = (V/M)*100, donde: R: rendimiento (%), V: volumen del aceite esencial (mL) y M: masa del material vegetal (g).

Caracterización físico-química del aceite esencial PAOV1. El aceite PAOV1 se caracterizó determinándose su olor, color, actividad óptica, índice de refracción y densidad. Para la determinación de la actividad óptica se realizaron cinco mediciones utilizando un polarímetro del tipo Cornu, con un error instrumental de E = 0,05° en cubetas de 10 cm, a una temperatura de 20°C. El índice de refracción se determinó mediante un refractómetro de tipo Abbe, con un error de E = 0,01, a una temperatura de 20°C. Para la determinación de la densidad se utilizó un volumétrico de 10 mL el cual se pesó en una balanza analítica antes y después de contener el aceite. Se realizaron un total de cinco mediciones.

La composición química del aceite se determinó por CG/EM en un cromatógrafo de gases de la serie Agilent 6890 con un inyector del tipo «split splitless» (relación de split 20:1), acoplado con un espectrómetro de masas de la serie Agilent 05973; ambos provenientes de la firma Agilent Technologies. El espectrómetro de masas trabajó en modo scan de adquisición a 70eV. Se utilizó un analizador cuadrupolar a 150ºC de temperatura del cuadrupolo, el detector trabajó en un rango de masas de hasta 800 uma, las temperaturas de la interfase y de la fuente fueron 280°C y 230°C respectivamente. Se utilizó una columna capilar SPB-5 (L=15m, DI=0,25mm, f=0,10mm) con una inyección de 2 mL. La temperatura del horno fue programada: 60°C (2 min isotérmicos), seguido de una rampa de calentamiento hasta 100ºC a razón de 4°C.min^-1, otra rampa de 10°C min^-1 desde 100 ºC hasta 250 °C donde finalmente permaneció durante 5 min isotérmicos. Se utilizó Helio como gas portador con un flujo constante de 1,0 mL min^-1. La identificación de los compuestos se realizó mediante el uso combinado de las bases de datos automatizadas NBS-NISTASCI y Wiley 275 y el Atlas Registry of Mass Spectra Data (6).

Evaluación de la actividad acaricida a nivel de laboratorio. Se evaluó la actividad acaricida por contacto del candidato PAOV1 por el método de exposición completa en placa Petri (5) y el efecto de los componentes volátiles por dos métodos, uno en placa Petri y otro en cajas plásticas. Las colmenas utilizadas para la realización de todos los ensayos biológicos procedían del apiario experimental de la Unidad Docente de Nazareno, pertenecientes a la Facultad de Medicina Veterinaria-Zootecnia de la Universidad Agraria de La Habana (UNAH). Estas colmenas se mantienen sin tratamiento químico.

Evaluación de la actividad acaricida de PAOV1 por exposición completa. Para evaluar el efecto acaricida como resultado de una exposición completa al producto, se utilizó el método de la placa Petri desarrollado por Lindberget al. (5). Se seleccionaron colmenas con altos índices de infestación y panales de cría de obreras próximos a nacer. Estos se extrajeron de las colmenas y en el laboratorio se seleccionaron las abejas recién nacidas infestadas; por último se colocaron en placas Petri (seis abejas como mínimo). Se evaluaron diferentes dosis del aceite esencial PAOV1 (5, 25, 125 µL.placa^-1) disueltas en 2mL de acetona. Se utilizó un control no tratado y uno con acetona (2mL). En cada caso se colocaron cuatro placas Petri por réplica y el experimento se repitió tres veces. Se registró la mortalidad a las 24, 48 y 72 horas.

Evaluación de la actividad acaricida de los componentes volátiles de PAOV1 en placas Petri. Hembras adultas deV. destructor se extrajeron de celdas de panales de crías de zánganos próximos a nacer y se pegaron por la parte dorsal sobre una cinta adhesiva de doble cara, colocada previamente sobre un portaobjeto. Para evaluar el efecto de los vapores de muestras volátiles (aceite esencial y fracciones) se colocó un portaobjeto con 25 ácaros dentro de la placa Petri y la muestra se aplicó uniformemente en el fondo de la placa sobre un papel de filtro (25 µL disueltos en 2 mL de acetona en cada placa). Se empleó un control no tratado y un control con acetona (2 mL). En cada caso se ubicaron dos placas (réplicas de 25 ácaros por portaobjeto cada una). En todos los casos se evaluó la sobrevivencia de los ácaros a las 24 horas de comenzado el experimento y se calcularon los porcentajes de mortalidad.

Evaluación de la actividad acaricida de los componentes volátiles de PAOV1 en cajas plásticas. La evaluación de la actividad acaricida de los vapores del candidato PAOV1 con los ácaros y las abejas en cajas plásticas se realizó utilizando diferentes mezclas de aceite (mL):zeolita (g): 1:6, 2:6, 3:6, 4:6, 16:6 y 0:6 (control). En cada caja se colocaron 50 abejas aproximadamente y 25 ácaros. Se ubicaron las cajas en estufas con un grado de hermeticidad apropiado, a una temperatura de 29ºC. En cada estufa se ubicaron 4 cajas (réplicas) con la misma dosis de aceite y se emplearon 200 abejas y 100 ácaros en total. Después de 72 horas de exposición se contó el número de ácaros y abejas muertas.

Análisis Estadístico: En cada bioensayo se realizó una comparación múltiple de proporciones (p<0,05), empleando el Sistema de Comparación de Proporciones Versión 2.1, Software CENSASOFT 1998.

Fraccionamiento del aceite PAOV1. PAOV1 se sometió a un fraccionamiento, empleando cromatografía de columna seca, para la identificación de los componentes del aceite asociados al efecto biológico. El aceite esencial (1 mL) fue fraccionado usando una columna seca de Silica Gel H (15 g) empaquetada en un embudo con frita (porosidad 3, diámetro 40 mm). Como fase móvil se utilizaron combinaciones de hexano y acetato de etilo de polaridad creciente, comenzando por hexano (100 %), acetato de etilo / hexano (25:75, 50:50; 75:25, v/v) hasta acetato de etilo (100 %); sistema de fase móvil óptimo para lograr un perfil de separación de los componentes del aceite según análisis de Cromatografía de Capa Delgada anterior, finalmente la columna se lavó con metanol. Se colectaron un total de seis fracciones de 15 mL cada una y estas fracciones se secaron por separado. F1 (0,0228 g, 3,75 %), F2 (0,1287 g, 21,16%), F3 (0,0858 g, 14,10 %), F4 (0,2737 g, 44,99 %), F5 (0,0953 g, 15,67 %), F6 (0,002 g, 0,33%). La composición química de las fracciones se analizó por CG/EM, empleando iguales condiciones que para PAOV1. Para determinar su actividad acaricida por exposición completa y el efecto de los vapores en placas Petri se emplearon las soluciones obtenidas al disolver por separado los residuos correspondientes a cada fracción en el mismo volumen de acetona.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

La selección de PAOV1 como candidato para el desarrollo de un nuevo producto para el control de la varroosis se basó en tres aspectos: a) su naturaleza química, PAOV1 es un aceite esencial y este tipo de producto natural es empleado como ingrediente activo en acaricidas comerciales utilizados para el control de varroa, b) este candidato mostró actividad acaricida relevante frente a ácaros plaga en cítricos, en estudios previos realizados en nuestro laboratorio y c) existen múltiples antecedentes de actividad biológica en especies del género Piper ricas en aceites esenciales (7).

El aceite esencial extraído de las hojas de P. aduncum subsp. ossanum, tiene un olor penetrante, característico y un color amarillo claro, es dextrógiro con un ángulo de giro q(20°C)=(28,50±0,05)°, con un índice de refracción a 20°C de 1,473±0,001 y una densidad a esta misma temperatura de 0,87 kg.L^-1. El rendimiento del aceite fue de 0,56 %. En nuestro país, se informó anteriormente la obtención del aceite esencial de P. aduncum con un rendimiento de 0,96% (8). Las diferencias pueden estar dadas, fundamentalmente, por el lugar de recolecta de la muestra (Pinar del Río), la edad, el estado fenológico de la planta y la variedad empleada para el análisis, el modo de manejo del material vegetal, en este caso seco, y el tiempo de extracción (5 horas).

La figura 1 muestra el perfil cromatográfico obtenido por CG de los metabolitos secundarios presentes en el aceite esencial. Los componentes mayoritarios fueron el canfeno, alcanfor, piperitona y el viridiflorol (Fig. 2).

En la literatura se encuentran numerosos estudios acerca de la identificación de los componentes mayoritarios del aceite esencial de P. aduncum, recolectada en diferentes localizaciones geográficas. Trabajos realizados en Islas Fiji, Brasil, Panamá, Colombia, Cuba, Costa Rica, Ecuador y Papua Nueva Guinea, coinciden en la identificación del dilapiol como componente mayoritario (9, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 16, 17), oscilando su abundancia relativa entre un 25,8 (16) y un 90 % (11). Las variaciones en el contenido de este compuesto se informan entre variedades (10) y localidades de un mismo país (13). Gottlieb et al. (10) estudiaron los componentes principales de las variedades brasileñas P. aduncum var. aduncum y P. aduncum var. cordulatum encontrando 74,5% y 88,4% de dilapiol respectivamente y trazas de alcanfor en la primera. Cicció y Ballestero (13) obtuvieron que la composición de los aceites esenciales de P. aduncum recolectada en dos localidades de Costa Rica era diferente: dilapiol (32,9-61,8%), piperitona (2,2-13,5%), 1,8-cineol (0,1-8,6%), 4-terpineol (1,6-5,4%) y el â-cariofileno (4,0-5,3%).

En contraste, Tirillini et al. (18), analizaron por CG/EM el aceite esencial de P. aduncum, y el alcanfor y el canfeno fueron los principales constituyentes. Vila et al. (19) informaron un alto contenido de sesquiterpenos en muestras provenientes de Panamá, con á-cariofileno y aromadendreno como componentes mayoritarios, mientras que las muestras bolivianas estuvieron compuestas predominantemente por monoterpenos, con el 1,8-cineol como componente principal.

Aunque la mayoría de las investigaciones relacionadas con la composición química del aceite esencial de P. aduncum coinciden con la presencia mayoritaria de dilapiol, este fenilpropanoide no se identificó entre los componentes con mayor abundancia relativa en el aceite PAOV1. Los resultados de nuestro trabajo confirman los presentados por otros autores en cuanto a la presencia de piperitona (9, 12, 13, 15), alcanfor y canfeno como componentes mayoritarios en el aceite esencial de P. aduncum (18).

Las discrepancias relacionadas con la composición del aceite, cambios cualitativos y cuantitativos (cantidades relativas obtenidas de diferentes componentes), pueden ser consecuencia de variaciones en las condiciones ecológicas (clima, tipo de suelo, estación del año, lugar geográfico) en que se desarrolla la planta (20, 21, 22). En la mayoría de los trabajos sobre la especie se le nombra sin especificar si se trata de una subespecie o variedad, el aceite estudiado (PAOV1) es obtenido a partir de P. aduncum subsp. ossanum, una especie endémica en Cuba occidental (23), y es probable que las causas de las diferencias en su composición química estén asociadas a factores genéticos y ambientales que conlleven a variaciones en la biosíntesis de metabolitos secundarios en esta subespecie.

La evaluación del efecto por exposición completa del aceite PAOV1 demostró que con una dosis de 25 µL por placa se provoca selectivamente la muerte de los ácaros y las abejas no son afectadas (Tabla 1). El efecto acaricida de esta dosis de PAOV1 se evidenció a las 24 horas. La sobrevivencia de las abejas fue evaluada hasta las 72 horas y no se observaron diferencias significativas con el control.

No se habían realizado estudios de este tipo utilizando aceite de P. aduncum subsp. ossanum, por lo que no se cuenta con datos sobre el tipo de efecto que puede inducir sobre varroa. El efecto producido por PAOV1 puede deberse a la acción de los componentes del aceite por contacto o por ingestión; y/o puede ser el resultado de la exposición a sus vapores (componentes más volátiles).

Entre las alternativas para el control de la varroosis están a disposición del apicultor diferentes productos basados en aceites esenciales como el ApilifeVar, ThymoVar y Apiguard; cuyo efecto acaricida se relaciona con la acción de los componentes volátiles de los aceites esenciales que constituyen los ingredientes activos de estas formulaciones comerciales (1, 24). Por ello, se procedió a determinar el efecto acaricida de los componentes volátiles de PAOV1. Imdorf et al, (24) informan que aunque se han estudiado más de 150 aceites esenciales y sus componentes para determinar su efecto frente a varroa, únicamente unos pocos han demostrado ser efectivos al ser evaluados en colmenas; y plantean que esto puede deberse a la insuficiente capacidad de los ensayos a nivel de laboratorio para predecir los efectos en condiciones de campo. Consecuentemente, la acción de los vapores de PAOV1 se estudió empleando dos diseños: placas Petri y cajas plásticas, este último permiten simular con mayor aproximación las condiciones prácticas en las colmenas.

Los resultados de la evaluación de la actividad acaricida de los vapores del aceite esencial en placas Petri (Tabla 2) y cajas plásticas (Tabla 3), evidenciaron que los componentes volátiles de PAOV1 poseen un efecto acaricida promisorio frente a V. destructor, que se constató en ambos experimentos.

PAOV1 demostró que posee un efecto acaricida promisorio y selectivo frente a varroa por el método de exposición completa y por la evaluación del efecto de sus componentes volátiles, resultados que indican la combinación de un efecto tóxico por contacto e inhalación.

La actividad acaricida de una sustancia debido a la exposición completa a la misma, puede estar asociada a la toxicidad por contacto directo, inhalación y/o ingestión de dicha sustancia. Se plantea, que el efecto acaricida de los aceites esenciales frente a V. destructor está asociado en gran parte a la actividad de los vapores de estas sustancias volátiles (24), pero no se excluye que la toxicidad de los componentes de estas mezclas naturales se produzca por contacto directo y/o ingestión. De hecho se plantea que los tratamientos donde se aplica timol solo por evaporación no resultan suficientemente efectivos y es necesario que la abeja entre en contacto con el principio activo para que el tratamiento sea eficaz (2).

Imdorf et al. (24) plantean que un aceite esencial con una eficacia acaricida mayor del 70% a nivel de laboratorio puede ser considerado como un buen punto de partida para el desarrollo de varroicidas basados en este tipo de compuestos. PAOV1, por su efecto acaricida promisorio y selectivo frente a varroa se sometió a estudios químicos más profundos encaminados a la identificación de el(los) componente(s) asociado(s) a la actividad biológica. En laTabla 4 se presentan los resultados de la evaluación de la actividad biológica de las fracciones del aceite.La evaluación del efecto de los vapores de las fracciones evidenció una disminución de la actividad de todas ellas, en comparación con la actividad de los vapores del volumen correspondiente del aceite. Estos resultados indican que para producir los elevados niveles de mortalidad de los ácaros obtenidos con PAOV1 es necesario el empleo de la mezcla natural de compuestos que tributa a la proporción y concentración en fase gaseosa de los componentes bioactivos requerida y se puede inferir la posible existencia de un efecto sinérgico entre los componentes más volátiles del aceite, que más aportan a su composición en fase de vapor.

Los mayores valores de mortalidad se obtuvieron por exposición completa y correspondieron a las fracciones F2, F3 y F4 (F4>F2>F3), lo que señala que el efecto acaricida de PAOV1 no es ejercido exclusivamente por inhalación. Solo la fracción F4 produjo una mortalidad superior al 70% similar al aceite total. Esto puede atribuirse a que en F4 se encuentran los componentes que dentro de la mezcla del aceite PAOV1 están asociados al efecto acaricida.

El análisis por CG/EM de las fracciones obtenidas a partir de PAOV1 (Figura 3) evidenció que F1, F2 y F3 están constituidas fundamentalmente por hidrocarburos monoterpenicos (HM) y sesquiterpenicos (HS); mientras que, en F4 y F5 predominan los terpenos oxigenados (TO). En F6 se encuentran terpenoides oxigenados y Sesquiterpenoides, esta fracción se obtiene del lavado de la columna con metanol, disolvente de mayor fortaleza de elución, y solo representa el 0,3% del total del aceite. La segunda y tercera fracciones son muy similares cualitativamente, solo se diferencian en cuanto a la abundancia relativa de compuestos como el a-pineno y el canfeno en la fracción F2 (10,8 y 31,7 %, respectivamente) y F3 (3,7 y 19,7%).

La composición de la fracción bioactiva F4 (45% (p/p) del aceite) se caracteriza por el predominio de terpenos oxigenados dentro de ellos las cetonas y alcoholes representan el 68 y 30% respectivamente (Tabla 5). Las cetonas monoterpenicas alcanfor (cetona bicíclica) y piperitona (cetona monocíclica) son los componentes mayoritarios de la fracción 4. La piperitona posee actividad antimicrobiana, antialimentaria e insecticida (25, 26, 27, 28), pero no existen antecedentes de su efecto frente al ácaro en estudio El alcanfor posee actividad acaricida frente a varroa (24) y a su presencia en el aceite de Piper aduncum subsp ossanum se le podría atribuir parte de la actividad acaricida de este aceite.Se conoce que en la mayoría de los aceites esenciales extraídos de las plantas, son precisamente los constituyentes oxigenados y no los hidrocarburos los responsables de la acción biológica (29, 30). Por ejemplo, el análisis realizado a 63 aceites esenciales aislados de plantas bolivianas con propiedades insecticidas, mostró que los componentes principales de esos aceites esenciales eran alcoholes, cetonas, ésteres, éteres y epóxidos de 10 y 15 átomos de carbono; entre ellos se determinó la presencia de piperitona. En el estudio mencionado este compuesto formaba parte de aceites esenciales con una elevada actividad larvicida y ovicida frente a Triatoma infestans Klug (Orden: Hemiptera) (28).

En otras investigaciones realizadas con el objetivo de establecer la relación entre la estructura química de algunos monoterpenos y su actividad acaricida frente a Psoroptes cuniculi Delafond (Orden: Acarina), se evidenció que la presencia de grupos hidroxílicos y fenólicos libres en los monoterpenos se correspondía con las mejores actividades acaricidas, que aquellos compuestos donde la función oxigenada estaba bloqueada (por ejemplo esterificada) sólo provocaban una baja susceptibilidad y que los hidrocarburos simples eran totalmente inactivos (31).

Otros estudios realizados para establecer la relación entre la resistencia a la infección con Verticillium dahliaeKleb. (Orden: Hypocreales) de especies de algodón y su contenido de sesquiterpenos, se observó que la fungoresistencia a la infección de las distintas variedades de esta planta no estaba directamente relacionada con el contenido de los cuatro sesquiterpenos fundamentales encontrados, sino con la capacidad de cada especie de convertir estos sesquiterpenos en derivados oxigenados, con acción biológica potente, mediante desmetilación e introducción de grupos hidroxilo (32).

Tomando en consideración estos antecedentes se puede relacionar la acción acaricida frente a varroa por exposición completa de PAOV1 a sus componentes oxigenados y la mayor contribución a este efecto al alcanfor y la piperitona. La identificación de los componentes del aceite esencial asociados al efecto acaricida resulta de gran importancia para establecer los indicadores de calidad de la materia prima, el proceso de obtención y el acaricida comercial, que podría desarrollarse a partir de PAOV1.

Varroa destructor provoca situaciones de gran gravedad y produce enormes pérdidas y su control ya no puede estar limitado al tratamiento químico con un producto en particular. La aparición de resistencia y residuos en los productos de la colmena agrava esta situación. Hoy ya no es posible asumir el control de varroa mediante el uso de un solo principio activo pues de esta forma el problema se recrudece, ya no debe pensarse en el acaricida «mágico» como solución (2). Se debe promover programa de manejo integrado de plagas basado en monitoreos periódicos de las poblaciones de parásitos, la rotación de plaguicidas de diferente naturaleza química y modo de acción y diferentes metodologías de manejo de la colonia (1, 2, 3, 33, 34).

En el contexto de la implementación de un programa de manejo integrado para el control de V. destructor, dirigido a mantener las poblaciones del ácaro por debajo del nivel de daño económico, que debe adaptarse a las condiciones locales y encaminarse a disminuir el riesgo de aparición de resistencia y de contaminación; alcanza gran relevancia la aplicación alternada de acaricidas con distintos modos de acción y la sustitución de productos sintéticos por otros naturales. Los aceites esenciales y/o sus componentes, por conjugar características como buena eficacia, amplio espectro de acción, baja residualidad y toxicidad, así como elevada disponibilidad general, representan un grupo de productos naturales que emergen como una alternativa importante dentro del manejo de este ácaro y otras enfermedades apícolas. El aceite esencial de P. aduncum subsp. ossanum es un candidato promisorio para el desarrollo de un acaricida botánico y podría ser utilizado en un futuro en el contexto de un manejo integrado de varroa.

REFERENCIAS

1. Rosenkranz P, Aumeier P, Ziegelmann B. Biology and control of Varroa destructor. J of Invert Pathol. 2010;103:96-119.

2. Eguaras MJ, Ruffinengo SR. Estrategias para el control de varroa. 2^da ed. Mar del Plata: Argentina; 2008.

3. Verde M, Chan S. Estrategia de lucha integrada para el control de varroa: Resultados y experiencia cubana. Revista Electrónica de Veterinaria REDVET. 2005;VI(10) Octubre.

4. International Standarization Organization. ISO 6571. Spices, condiments and herbs- Determination of volatile oil content. 1984. (Norma ISO).

5. Lindberg GD, Melaenophalus H, Winston M. Laboratory Evaluation of Miticides to Control Varroa jacobsoni(Acari: Varroidae), a Honey Bee (Hymenoptera: Apidae) Parasite. J Econ Entomol. 2000;93(2):18998.

6. Stenhagen E, Abrhamsson S, McLafferty FW. Atlas Registry of Mass Spectra Data. 1974.

7. Celis Á, Mendoza C, Pachón M, Cardona J, Delgado W, Cuca LE. Plant extracts used as biocontrol with emphasis on Piperaceae family. A review. Agron Colomb. 2008;26(1):97-106.

8. Pino JA, Marbot R, Bello A, Urquiola A. Essential oils of Piper peltata (L.) Miq. and Piper aduncum L. from Cuba. J Essent Oil Res. 2004;16:124-126.

9. Smith RM, Kassim H. The essential oil of Piper aduncum from Fiji. New Zealand. J. Crop Hort. Sci. 1979;22:127-128.

10.Gottlieb OR, Koketsum M, Magalhaes MT, Maia JGS, Mendez PH, da Rocha AI, da et al. Óleos essenciais da Amazônia VII. Acta Amazônica. 1981;11:143-148.

11.Gupta MP, Arias TD, Smith RM. The composition of the essential oil of Piper aduncum L. from Panamá. Rev Latinoamer Quím. 1983;14:36-37.

12.Díaz PP, Maldonado E, Ospina E. Aceite esencial de Piper aduncum L. Rev Latinoamer Quím. 1984;15:136-138. 

13.Cicció JF, Ballestero CM. Constituyentes volátiles de las hojas y espigas de Piper aduncum (Piperaceae) de Costa Rica. Rev Biol Trop. 1997;45:35-38.

14.Guerrini A, Sacchetti G, Rossi D, Paganetto G, Muzzoli EAM, Tognolini M, et al. Bioactivities of Piper aduncumL. and Piper obliquum Ruiz & Pavon (Piperaceae) essential oils from Eastern Ecuador. Environ Toxicol Pharmacol. 2009;27(1):39-48.

15.Rali T, Wossa SW, Leach DN, Waterman PG. Volatile Chemical Constituents of Piper aduncum L and Piper gibbilimbum C. DC (Piperaceae) from Papua New Guinea. Molecules. 2007;12:389-394.

16.Bottia EJ, Díaz OL, Mendivelso DL, Martínez JR, Stashenko EE. Comparación de la composición química de los metabolitos secundarios volátiles de cuatro plantas de la familia Piperaceae obtenidos por destilación-extracción simultánea. Scientia Et Technica. 2007; XIII(33):193-95.

17.Rafael MS, Hereira-Rojas WJ, Roper JJ, Nunomura SM, Tadei WP. Potential control of Aedes aegypti (Diptera:Culicidae) with Piper aduncum L. (Piperaceae) extracts demonstrated by chromosomal biomarkers and toxic effects on interphase nuclei. Genetics and Molecular Research 2008;7(3):772-781.

18.Tirillini B, Velásquez ER, Pellegrino R. Chemical composition and antimicrobial activity of essential oil of Piper angustifolium. Planta Med. 1996;62(4):372-373.

19.Vila R, Tomi F, Mundina M, Santana AI, Solis PN, López Acre J B, et al. Unusual composition of the essential oils from the leaves of Piper aduncum. Flav Frag J. 2005;20:67-69.

20.Barton AFM, Tjandra J, Nicholas PG. Chemical evaluation of volatile oils in Eucalyptus Species. J Agric Food Chem. 1989;7:1253-1257.

21.Song Q, Gómez-Barrios ML, Fronczek FR, Vargas D, Thien LB, Fischer NH. Sesquiterpenes from southernMagnolia virginiana. Phytochemistry. 1998;47(2):221-226.

22.Durán DC, Monsalve LA, Martínez JR, Stashenko EE. Estudio comparativo de la composición química de aceites esenciales de Lippia alba provenientes de diferentes regiones de Colombia y efecto del tiempo de destilación sobre la composición del aceite. Scientia et Technica. 2007;33:435-437.

23.Saralegui BH. Flora de la República de Cuba. Piperaceae. 2004; Fascículo 9(3):1-5.

24.Imdorf A, Bogdanov S, Kilchenmann V, Berger T. Toxic effects of essential oils and some of their components on Varroa destructor (Oud.) and Apis mellifera L. under laboratory conditions. ALP Science. 2006;495:1-18.

25.Saleh MA, Belal MH, El-Baroty G. Fungicidal activity of Artemisia herba alba Asso (Asteraceae). J. Environ. Sci. Health. 2006;41(3):237-244.

26.Abdelgaleil SAM, Abbassy MA, Belal ASH, Abdel Rasoul MAA. Bioactivity of two major constituents isolated from the essential oil of Artemisia judaica L. Bioresour. Technol. 2008;99(13):5947-5950.

27.Ketoh GK, Koumaglo HK, Glitho IA, Huignard J. Comparative effects of Cymbopogon schoenanthus essential oil and piperitone on Callosobruchus maculatus development. Fitoterapia. 2006;77(7-8):506-510.

28.Dominique L, Vilasea A, Chantraine JM, Ballivian C, Saavedra G, Ibañez R. Insecticidal Activity of Essential Oils on Triatoma infestans. Phytotherapy Res. 1997;11:285-289.

29.Maguna FP, Romero AM, Garro OA, Okulik NB. Actividad antimicrobiana de un grupo de Terpenoides. (Comunicaciones Científicas y Tecnológicas en Internet). Facultad de Agroindustrias, UNNE, Argentina. 2006. Disponible en: http://www.unne.edu.ar/Web/cyt/cyt2006/08-Exactas/2006-E-057.pdf ). (Consultado: 9 oct 2008).

30.Bosnic T, Softic D, Grujic Vasic J. Antimicrobial Activity of Some Essential Oils and Major Constituents of Essential Oils. Acta Medica Academica. 2006;35:19-22.

31.Pérez GMC, González GMC, Gonzáles CMP. Structure/Activity relationship of some natural monoterpenes as acaricides against Psoroptes cuniculi. J of Nat Prod. 2001;58(8):1261-1264. 

32.Garas, N.A.; Waiss, A.C. Differential Acumulation and distribution of antifungal sesquiterpenoids in Cotton Steams Inoculated with Verticillum dahliae. Physiol Biochem. 1986;76(10):1011-1017.

33.May-Itzá WJ, Medina Medina LA, Marrufo Olivares JC. Eficacia de un gel a base de timol en el control del ácaroVarroa destructor que infesta colonias de abejas Apis mellifera bajo condiciones tropicales en Yucatán, México. Vet. Méx. 2007;38(1):1-8.

34.Espinosa Montaño LG, Guzmán-Novoa Eficacia de dos acaricidas naturales, ácido fórmico y timol, para el control del ácaro Varroa destructor de las abejas (Apis mellifera L.) en Yucatán, México. Vet Méx. 2007;38(1):1-8.

35.Le Conte Y. The fight against Varroa destructor - Honey bee parasite Integrated varroa management. Bertrand S, Kreiter S, McCoy KD, Migeon A, Navajas M, Tixier MS, Vial L. editores. Integrative Acarology Proceedings of the 6th European Congress; 2008 July 21-25; Montpellier, France: Springer; 2008.

(Recibido 13-11-2010; Aceptado 1-2-2011)

El extracto de aceite de propóleos es tan efectivo como el extracto alcohólico en la inhibición del crecimiento tumoral.

Martes 7 de junio de 2011


El extracto de aceite de propóleos es tan efectivo como el extracto alcohólico en la inhibición del crecimiento tumoral.

La actividad antitumoral in vivo y la composición de un extracto de aceite de propóleos brasileño.

Domingo, 29 de mayo 2011
 
Química de los Alimentos , Volumen 126, Número 3, 1 de junio de 2011, páginas 1.239 a 1245

El presente estudio tuvo como objetivo evaluar in vivo e in Vitro, la actividad antitumoral de un extracto obtenido de propóleo con aceite vegetal comestible y sus fracciones, así como investigar su composición química por LC-MS y LC-MS/MS.

Para evaluar los aspectos toxicológicos relacionados con el tratamiento con extracto de propóleo, se realizaron los análisis hematológicos, bioquímicos, histopatológico y morfológicos de los animales tratado. Todos los extractos de propóleos mostraron una actividad antitumoral in vivo en el modelo experimental con un efecto de toxicidad moderada en los niveles de la exposición experimental.

El extracto de aceite fue tan eficaz como el extracto etanólico al inhibir el crecimiento tumoral. En ensayos in vitro mostraron que el extracto de aceite, produjo una mejor inhibición de las células tumorales, que sus fracciones. Por LC-MS y LC-MS/MS se identificaron cuatro ácidos fenólicos y tres flavonoides.

El potencial anticáncer del extracto de aceite de propóleos ha sido demostrado y el aceite vegetal comestible, se muestra como una alternativa de solvente atractiva, para extraer los componentes bioactivos naturales de propóleo.

La investigación pone de relieve

• Los extractos etanólico y el de aceite de propóleos, fueron evaluados in vivo en 180 muestras de Sarcoma.

• Los aspectos toxicológicos relacionados con los extractos de propóleos  fueron realizados.
• El extracto de aceite fue tan eficaz como el extracto etanólico al inhibir el crecimiento tumoral.

• Los propóleos redujeron el crecimiento tumoral con la misma proporción que el 5-FU, pero con menos efectos secundarios.

• Las técnicas LC-MS/MS identificaron los ácidos fenólicos y los flavonoides en las fracciones del extracto de aceite de propóleos.

Para más información, ver el artículo original en inglés

http://www.apitherapy.blogspot.com/

Oil Extract of Propolis as Effective at Inhibiting Tumor Growth as Alcohol Extract

In vivo Antitumoural Activity and Composition of an Oil Extract of Brazilian Propolis
Food Chemistry, Volume 126, Issue 3, 1 June 2011, Pages 1239-1245

The present study aimed to evaluate in vivo and in vitro the antitumoural activity of a propolis extract obtained with edible vegetable oil and its fractions and also to investigate its chemical composition by LC–MS and LC–MS/MS.

To evaluate the toxicological aspects related to the propolis extract treatment, hematological, biochemical, histopathological and morphological analyses of treated animals were performed. All propolis extracts showed an in vivo antitumour activity in the experimental model with a moderate toxicity effect at experimental exposure levels.

The oil extract was as effective as the ethanolic extract at inhibiting tumour growth. In vitro assays showed that the whole oil extract produced better inhibition of tumour cells than its fractions. LC–MS and LC–MS/MS identified four phenolic acids and three flavonoids.

The anticancer potential of the oil extract of propolis has been demonstrated and the edible vegetable oil was shown as an attractive alternative solvent to extract bioactive natural propolis components.

Research highlights

• Ethanolic and oil propolis extracts were evaluated in vivo in the Sarcoma 180 model.
• Toxicological aspects related to propolis extracts treatment were performed.
• The oil extract was as effective as the ethanolic extract at inhibiting tumour growth.
• Propolis reduced tumour growth with the same ratio as 5-FU but with less side effects.
• LC–MS/MS identified phenolic acids and flavonoids in oil propolis extract fractions.

Argentina. Entre Ríos.Maciá: Productores se capacitan en control de Varroa

Martes 7 de junio de 2011

http://www.campoenaccion.com/actualidad/nota.php?id=17436

Maciá: Productores se capacitan en control de Varroa

Más de 60 productores apícolas albergaron las jornadas sobre control y monitoreo de varroa, organizadas por la Secretaría de Producción de Maciá. La capacitación fue teórica y con práctica en el apiario.

01.06.2011

El primer encuentro, se llevó a cabo en el Salón 13 de Noviembre y básicamente fue una clase teórica donde se tocaron aspectos relacionados a situación actual de varroa; desarrollo y transmisión de la enfermedad; importancia y formas de monitoreo y control; estadísticas y conclusiones. 

Además muchos de los productores participantes, consustanciados con la temática propusieron algunas ideas o sugerencias de algunos temas que podrían tocarse a futuro, como ser: nosema, loque americana, loque europea, aspectos de la comercialización de miel, problemática de los agroquímicos, respecto de varroa avanzar en la coordinación de os tiempos y formas de cura, solicitaron más capacitaciones y cursos sobre genética, multiplicación, entre otros. Además mostraron un alto nivel de aceptación y aprobación sobre esta jornada. 

La segunda jornada se llevó a cabo el día martes 31 en la Unidad Demostrativa Apícola de la Municipalidad, donde se pusieron en práctica varias de las cuestiones abordadas previamente. De esta manera la Secretaría de Producción se mantiene en contacto permanente con la actividad apícola de la zona, observando e interviniendo en sus problemáticas y sobe todas las cosas, aportando soluciones y salidas a cada una de ellas. De hecho días pasados también hubo un encuentro donde técnicos del Senasa efectuaron una pormenorizada explicación sobre la implementación del Renspa. La capacitación tuvo como disertantes a dos profesionales con reconocimiento en la actividad, Javier Crettaz y el Perito Apícola Walter Cardón.

Argentina. Info de Espacio Apícola

Martes 7 de junio de 2011

[Espacio Apicola] Azul Api-Expo 2011

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Fernando Esteban to espacio-apicola

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EXPOMIEL AZUL 2011

La fiesta Nacional de la Miel se desarrollará éste sábado 11 y domingo 12 de junio de 2011 en el Balneario Municipal de Azul. Acceda al programa  de la expo enhttp://www.expomielazul.com

ACTUALIZACION DE INFORMACION

Ya puede acceder a los resúmenes de nuestras ediciones 96 y 97 de la revista Espacio Apícola, con lo más notorio de la "Feria y Jornadas de Apicultura del Centro de la República" desarrollada en Río Cuarto. Todo en el sitio de la Apicultura Argentina http://www.apicultura.com.ar

PROXIMAS EXPOSICIONES Y JORNADAS APICOLAS

Jornada Apícola de Malabrigo (Santa Fe, Argentina), con feria comercial, el 8 y 9 de Julio de 2011

Expo Apícola Doblas (La Pampa, Argentina), el 20 y 21 de Agosto de 2011.

saludos cordiales

fernando